Фотосинтез С3 и С4 растений механизмы и регуляция - Эдвардс Дж.
Скачать (прямая ссылка):
35. Ruff tier H. P., Kliewer W. M. Phosplioenolpyruvate carboxykinase activity in grape berries, Plant Physiol., 56, 67—71 (1975).
36. Sambo E. Y., Moorby J., Milthorpe F. L. Photosynthesis and respiration1 of developing soybean pods, Aust. J. Plant Physiol., 44, 713—721 (1977).
37. Tamas I. A,, Yemtn E. W., Bidwell R. G. S. The development of photosynthesis in dark-grown barley leaves upon illumination, Canad. J. Bot,, 48,. 2313—2317 (1970).
38. Thorne G. N. Photosynthesis in ear and flag leaf in wheat and barley, Ann. Bot., 29, 317—329 (1965).
39. Thorpe N., Milthorpe F. L. Stomatal metabolism. C02 fixation and respiration, Aust. J. Plant Physiol., 4, 611—621 (1977).
40. Ting I. P., Dugger W. M. Trans hydrogenation in root tissue: mediation by carbon dioxide, Science, 150, 1727—1728 (1965).
41. Ting I. P., Dugger W. М., Jr. C02 metabolism in corn roots. I, Kinetics of carboxylation and decarboxylation, Plant Physiol., 42, 712—718 (1967).
42. Ulrich A. Metabolism of non-volatile organic acids in excised barley roots as related to cation-anion balance during salt accumulation, Amer. J. Bot.,
28, 526—537 (1941).
43. Walker D. A. Pyruvate carboxylation and plant metabolism, Biol. Rev., 37, 215—256 (1962),
44. Walpole P. P., Morgan D. G. Physiology of grain filling in barley, Nature, 240,416—417 (1972).
45. Willmer С. М., Johnston W. R. Carbon dioxide assimilation in some aerial plant organs and tissues, Planta, 130, 33—37 (1976).
46. Willmer С. М., Kanai R., Pallas J. E. Jr., Black С. C. Detection of high levels of phosphoenolpyruvate carboxylase in leaf epidermal tissue and its significance in stomatal movements, Life Sci., 12, 151—155 (1973).
47. Willmer С. М., Pallas J. E., Black С. C. Carbon dioxide metabolism in leaf epidermal tissue, Plant Physiol., 52, 448—452 (1973).
48. Wirth E„ Kelly G. J., Fischbeck G., Latzko E. Enzyme activities and products of C02 fixation in various photo synthetic organs of wheat and oat, Z. Pflanzenphysiol., 82, 78—87 (1977).
Выделение хлоропластов и критерии их интактности
А.1. Введение
Для того чтобы исследовать метаболизм углерода, транспорт метаболитов в хлоропластах и компартмеитацию ферментов в клетке (чему посвящена большая часть этой книги), необходимо прежде всего получить изолированные хлоропласты, которые при этом должны быть интактными, в достаточной степени очищенными от других субклеточных структур и биохимически активными. В некоторых случаях требуется очень высокая степень очистки хлоропластов (например, для установления локализации тех ферментов, которые присутствуют только в очень небольших количествах), поэтому может оказаться, что гораздо важнее освободиться от каких бы то ни было примесей и загрязнений, чем получить хлоропласты, способные осуществлять фотосинтез с очень высокой скоростью. При других обстоятельствах можно поступиться степенью очистки ради сохранения максимального уровня активности, но наличие примеси цитоплазматических ферментов в препарате может очень усложнить интерпретацию полученных результатов (гл. 8). К тому же важно не забывать два обстоятельства, которые часто упускают из виду, несмотря на то что это само собой разумеется. Во-первых, абсолютно невозможно получить «хорошие» хлоропласты из «плохого» исходного материала (см. разд. А.З). Во-вторых, «хорошие» хлоропласты будут работать хорошо только тогда, когда с ними будут правильно обращаться. Если оглянуться назад, то станет совершенно ясно, что после того, как в начале 60-х годов в практику были снова введены приемы Хилла, использовавшего в качестве осмотически активного вещества сахара, в плане улучшения методики выделения хлоропластов было сделано очень мало, если, конечно, не считать предварительного получения протопластов (см. разд. А.5). Все последующие улучшения методики, способствующие получению более активных хлоропластов, касались главным образом методики определения активности, и в частности были связаны с введением в среду неорганического пирофосфата (разд. 8.14).
Методика выделения хлоропластов имеет решающее значение для -получения достоверных результатов. В настоящее вре-
мя исследователи разработали относительно эффективные методы только для некоторых Сз- и Сграстеиий. Выделить же функционально активные хлоропласты из САМ-растеиий практически не удается. Это может быть связано с повышенной кислотностью фотосинтезирующей ткани у этих растений и с наличием в ней таннинов или других веществ, находящихся внутри вакуоли, которые могут пагубно влиять на хлоропласты ¦с самых первых этапов их выделения.
Сейчас принято считать, что хлоропласты являются тем местом, где С02 фиксируется при участии ВПФ-цикла (см. гл. 8). Это относится ко всем хлоропластам Сз- и САМ-растений и к хлоропластам клеток обкладки проводящих пучков у Сграстеиий. В хлоропластах мезофилла Сграстений ВПФ-цикл отсутствует. В присутствии пирувата и ФЕП-карбоксилазы цитозоля на свету в этих хлоропластах протекает карбоксилиру-ющая стадия Сгцикла (гл. 12).
Для оценки эффективности фотосинтеза в изолированных хлоропластах разумнее всего сравнить ее с эффективностью фотосинтеза в той ткани, откуда были выделены эти органеллы. Эти данные приобретут наибольший смысл, когда все измерения будут проведены на исходной ткани растения (определение обмена С02 при помощи инфракрасного газоанализатора) и на препарате хлоропластов, выделенных из той же самой ткани (определение фиксации ИС02 или измерение выделения 02 при помощи кислородного электрода), при одинаковых освещении, температуре и концентрации С02. Совершенно •непрактично делать такие сравнения при абсолютно строгом режиме или ежедневно. Для общей оценки эффективности работы изолированных хлоропластов можно воспользоваться усредненными значениями интенсивности фотосинтеза в ткани .листа различных растений (табл. А.1).
